細胞凋亡是細胞程序化的死亡過程，精準檢測凋亡水平是細胞生物學、藥理學等領域的核心實驗手段。目前細胞凋亡實驗的常用方法主要圍繞凋亡不同階段的特征(細胞膜外翻、DNA 斷裂、Caspase 活化等)設計，以下是各類方法的原理、操作要點及注意事項。
一、 Annexin V-FITC/PI 雙染法(檢測早期凋亡)
1. 實驗原理
凋亡早期細胞的磷脂酰絲氨酸(PS)會從細胞膜內側外翻至外側，Annexin V 可與 PS 特異性結合；碘化丙啶(PI)無法穿透活細胞完整的細胞膜，僅能對凋亡晚期或壞死細胞的細胞核染色。通過雙染可區分活細胞、早期凋亡細胞、晚期凋亡 / 壞死細胞。
2. 核心操作要點
樣本制備
貼壁細胞：用不含 EDTA 的胰酶消化，避免 EDTA 破壞細胞膜；離心收集細胞，用預冷的 PBS 洗滌 2 次，調整細胞濃度至 1×10?~1×10? 個 /mL。
懸浮細胞：直接離心收集，洗滌后調整濃度，避免細胞聚集。
染色步驟
加入 500 μL 配套的結合緩沖液重懸細胞，不可用 PBS 替代，防止滲透壓失衡影響 Annexin V 結合。
依次加入 Annexin V-FITC 和 PI 染液，輕輕混勻，室溫避光孵育 10~15 min。
孵育完成后 1 h 內上機檢測，避免 PI 滲透進正常細胞導致結果偏差。
結果判定
流式細胞儀檢測：Annexin V?/PI? 為活細胞；Annexin V?/PI? 為早期凋亡細胞；Annexin V?/PI? 為晚期凋亡 / 壞死細胞。
3. 注意事項
全程避光操作，防止熒光淬滅；
胰酶消化時間不宜過長，避免細胞損傷引發假陽性。
二、 TUNEL 法(檢測晚期凋亡，DNA 斷裂)
1. 實驗原理
凋亡晚期細胞的染色體 DNA 會發生斷裂，產生大量 3'-OH 末端。末端脫氧核苷酸轉移酶(TdT)可將熒光素或生物素標記的 dUTP 連接到 DNA 末端，通過熒光顯微鏡或流式細胞儀檢測標記信號，判斷凋亡水平。
2. 核心操作要點
樣本預處理
細胞爬片：用 4% 多聚甲醛固定 30 min，0.1% Triton X-100 通透處理 2~5 min，過度通透會破壞細胞結構，不足則試劑無法進入細胞核。
組織切片：需進行脫蠟、水化處理，確保試劑穿透組織。
孵育與顯色
滴加 TUNEL 反應液(含 TdT 酶和標記 dUTP)，37℃ 避光孵育 60 min，孵育溫度過高會導致酶失活。
用 PBS 洗滌 3 次，每次 5 min，洗去未結合的標記物。
熒光法直接在熒光顯微鏡下觀察；顯色法需加入 DAB 底物液，室溫顯色 5~10 min 后鏡檢。
對照設置
陽性對照：用 DNase I 處理樣本，誘導 DNA 斷裂；
陰性對照：用 PBS 替代 TdT 酶，排除非特異性結合。
3. 注意事項
反應液需現配現用，避免 TdT 酶活性下降；
組織切片的通透程度需根據組織類型調整，致密組織可適當延長通透時間。
三、 Caspase 活性檢測法(檢測凋亡核心通路)
1. 實驗原理
Caspase 家族是凋亡執行的關鍵蛋白酶，其中 Caspase-3 是核心執行者。該方法利用 Caspase 特異性底物(如 DEVD-AMC)，底物被活化的 Caspase 切割后會釋放熒光基團，通過檢測熒光強度反映 Caspase 活性，間接表征凋亡水平。
2. 核心操作要點
細胞裂解
收集細胞，加入預冷的裂解液，冰上裂解 15~30 min，期間反復吹打使細胞充分裂解。
4℃ 下 12000 rpm 離心 10 min，取上清液，避免細胞碎片干擾檢測。
酶促反應與檢測
按比例混合上清液、底物溶液和反應緩沖液，37℃ 孵育 1~2 h。
用熒光酶標儀檢測熒光強度(激發波長 380 nm，發射波長 460 nm)，熒光強度越高，代表 Caspase 活性越強，凋亡水平越高。
特異性驗證
加入 Caspase 特異性抑制劑，若熒光強度顯著下降，說明檢測信號來自目標 Caspase 的活化。
3. 注意事項
裂解液需新鮮配制，避免蛋白酶抑制劑失效；
孵育時間需嚴格控制，防止底物耗盡導致信號飽和。
四、 實驗方法選擇原則
檢測早期凋亡優先選 Annexin V-FITC/PI 雙染法；
研究凋亡晚期的 DNA 損傷或組織樣本的凋亡定位，選 TUNEL 法；
探究凋亡通路的分子機制，需結合 Caspase 活性檢測法；
為提高實驗可信度，可采用兩種及以上方法聯合檢測。
更新時間：2026-01-23
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